Влияние ацетата меди на метаболизм гепатоцитов in vitro

Обоснование. Ионы меди необходимы для поддержания базовых физиологических процессов в организме млекопитающих. Однако их избыточное поглощение или накопление в клетках может приводить к развитию или обострению различных патологических процессов. Цитотоксическое и генотоксическое воздействие высоких концентраций соединений меди в настоящее время хорошо изучено на различных клеточных культурах, тогда как влияние нетоксичных количеств ионов меди на физиологические процессы в клетках, в том числе в ходе их культивирования, исследовано крайне слабо.

Цель исследования. Изучить влияние ионов меди на изменения внутриклеточного содержания митохондриальной цитохром-С-оксидазы и глутатионсинтетазы.

Методы. Была получена первичная культура гепатоцитов, которую в течение суток подвергали воздействию ацетатом меди в концентрации 200 мкг/мл в пересчёте на содержание меди. После фиксации образцы окрашивали иммуноцитохимически с использованием антител к субъединице I цитохром-С-оксидазы (СсО) и глутатионситетазе (GS).

Результаты. Было продемонстрировано статистически значимое увеличение интенсивности флуоресцентной окраски обоих анализируемых ферментов как после 6 ч, так и после 24 ч воздействия ионами меди, что свидетельствует об изменении их количества в  клетках. При этом увеличение количества СсО было более интенсивным в первые 6 ч инкубации с микроэлементом, тогда как в последующие 18  ч изменения во  внутриклеточном содержании СсО носили менее выраженный характер. В то же время повышение интенсивности флуоресцентной окраски GS было более активным и наблюдалось на протяжении всего времени культивирования.

Заключение. Из полученных результатов можно сделать выводы о том, что ионы меди в нетоксичной концентрации могут влиять на ключевые показатели жизнеспособности клеток в культуре, изменяя количество одного из основных ферментов энергетического обмена и фермента, обеспечивающего синтез важнейшего низкомолекулярного антиоксиданта глутатиона.

1. Rahimzadeh MR, Kazemi S, Moghadamnia AA. Copper poisoning with emphasis on its clinical manifestations and treatment of intoxication. Adv Public Health. 2024; 6001014. doi: 10.1155/2024/60010142

2. Xue Q, Kang R, Klionsky DJ, Tang D, Liu J, Chen X. Copper metabolism in cell death and autophagy. Autophagy. 2023; 19(8): 2175-2195. doi: 10.1080/15548627.2023.2200554

3. Sailer J, Nagel J, Akdogan B, Jauch AT, Engler J, Knolle PA, et al. Deadly excess copper. Redox Biol. 2024; 75: 103256. doi: 10.1016/j.redox.2024.103256

4. Wungjiranirun M, Sharzehi K. Wilson’s disease. Semin Neurol. 2023; 43(4): 626-633. doi: 10.1055/s-0043-1771465

5. Saporito-Magriñá CM, Musacco-Sebio RN, Andrieux G, Kook L, Orrego MT, Tuttolomondo MV, et al. Copper-induced cell death and the protective role of glutathione: The implication of impaired protein folding rather than oxidative stress. Metallomics. 2018; 10(12): 1743-1754. doi: 10.1039/c8mt00182k

6. Ruiz LM, Libedinsky A, Elorza AA. Role of copper on mitochondrial function and metabolism. Front Mol Biosci. 2021; 8: 711227. doi: 10.3389/fmolb.2021.711227

7. Oe S, Miyagawa K, Honma Y, Harada M. Copper induces hepatocyte injury due to the endoplasmic reticulum stress in cultured cells and patients with Wilson disease. Exp Cell Res. 2016; 347(1): 192-200. doi: 10.1016/j.yexcr.2016.08.003

8. Husain N, Mahmood R. Copper (II) generates ROS and RNS, impairs antioxidant system and damages membrane and DNA in human blood cells. Environ Sci Pollut Res Int. 2019; 26(20): 20654- 20668. doi: 10.1007/s11356-019-05345-1

9. Yang F, Pei R, Zhang Z, Liao J, Yu W, Qiao N, et al Copper induces oxidative stress and apoptosis through mitochondriamediated pathway in chicken hepatocytes. Toxicol In Vitro. 2019; 54: 310-316. doi: 10.1016/j.tiv.2018.10.017

10. Kang Z, Qiao N, Liu G, Chen H, Tang Z, Li Y. Copper-induced apoptosis and autophagy through oxidative stress-mediated mitochondrial dysfunction in male germ cells. Toxicol In Vitro. 2019; 61: 104639. doi: 10.1016/j.tiv.2019.104639

11. Wang X, Cao H, Fang Y, Bai H, Chen J, Xing C, et al. Activation of endoplasmic reticulum-mitochondria coupling drives copper-induced autophagy in duck renal tubular epithelial cells. Ecotoxicol Environ Saf. 2022; 235: 113438. doi: 10.1016/j.ecoenv.2022.113438

12. Yang F, Liao J, Yu W, Qiao N, Guo J, Han Q, et al. Exposure to copper induces mitochondria-mediated apoptosis by inhibiting mitophagy and the PINK1/parkin pathway in chicken (Gallus gallus) livers. J Hazard Mater. 2021; 408: 124888. doi: 10.1016/j.jhazmat.2020.124888

13. Zhang C, Huang T, Li L. Targeting cuproptosis for cancer therapy: Mechanistic insights and clinical perspectives. J Hematol Oncol. 2024; 17(1): 68. doi: 10.1186/s13045-024-01589-8

14. Kong R, Sun G. Targeting copper metabolism: A promising strategy for cancer treatment. Front Pharmacol. 2023; 14: 1203447. doi: 10.3389/fphar.2023.1203447

15. Dremina NN, Trukhan IS, Say OV, Shurygina IA. Activity of hepatic enzymes of isolated hepatocytes under the influence of copper acetate. International Journal of Biomedicine. 2022; 12(1): 58-62. doi: 10.21103/Article12(1)_OA8

16. Shurygina IA, Trukhan IS, Dremina NN, Say OV, Shurygin MG, Prozorova GF, et al. Evaluation of the safety and toxicity of the original copper nanocomposite based on poly-N-vinylimidazole. Nanomaterials (Basel). 2021; 12(1): 16. doi: 10.3390/nano12010016

17. Chicherin IV, Dashinimaev E, Baleva M, Krasheninnikov I, Levitskii S, Kamenski P. Cytochrome C oxidase on the crossroads of transcriptional regulation and bioenergetics. Front Physiol. 2019; 10: 644. doi: 10.3389/fphys.2019.00644

18. Timón-Gómez A, Nývltová E, Abriata LA, Vila AJ, Hosler J, Barrientos A. Mitochondrial cytochrome C oxidase biogenesis: Recent developments. Semin Cell Dev Biol. 2018; 76: 163-178. doi: 10.1016/j.semcdb.2017.08.055

19. Chen TH, Wang HC, Chang CJ, Lee SY. Mitochondrial glutathione in cellular redox homeostasis and disease manifestation. Int J Mol Sci. 2024; 25(2): 1314. doi: 10.3390/ijms25021314

20. Lu SC. Regulation of glutathione synthesis. Mol Aspects Med. 2009; 30(1-2): 42-59. doi: 10.1016/j.mam.2008.05.005

21. Egbujor MC, Olaniyan OT, Emeruwa CN, Saha S, Saso L, Tucci P. An insight into role of amino acids as antioxidants via NRF2 activation. Amino Acids. 2024; 56(1): 23. doi: 10.1007/s00726-024-03384-8

22. Zeng H, Saari JT, Johnson WT. Copper deficiency decreases complex IV but not complex I, II, III, or V in the mitochondrial respiratory chain in rat heart. JNutr. 2007; 137(1): 14-18. doi: 10.1093/jn/137.1.14

23. Johnson WT, Brown-Borg HM. Cardiac cytochrome C oxidase deficiency occurs during late postnatal development in progeny of copper-deficient rats. Exp Biol Med (Maywood). 2006; 231(2): 172-180. doi: 10.1177/153537020623100207

24. Ruiz LM, Jensen EL, Rossel Y, Puas GI, GonzalezIbanez AM, Bustos RI, et al. Non-cytotoxic copper overload boosts mitochondrial energy metabolism to modulate cell proliferation and differentiation in the human erythroleukemic cell line K562. Mitochondrion. 2016; 29: 18-30. doi: 10.1016/j.mito.2016.04.005

25. Dhar SS, Johar K, Wong-Riley MT. Bigenomic transcriptional regulation of all thirteen cytochrome C oxidase subunit genes by specificity protein 1. Open Biol. 2013; 3(3): 120176. doi: 10.1098/rsob.120176

26. Song MO, Mattie MD, Lee CH, Freedman JH. The role of Nrf1 and Nrf2 in the regulation of copper-responsive transcription. Exp Cell Res. 2014; 322(1): 39-50. doi: 10.1016/j.yexcr.2014.01.013

27. Bouda E, Stapon A, Garcia-Diaz M. Mechanisms of mammalian mitochondrial transcription. Protein Sci. 2019; 28(9): 1594- 1605. doi: 10.1002/pro.3688

28. Xia JL, Wu S, Zhang RY, Zhang CG, He H, Jiang HC, et al. Effects of copper exposure on expression of glutathione-related genes in Acidithiobacillus ferrooxidans. Curr Microbiol. 2011; 62(5): 1460-1466. doi: 10.1007/s00284-011-9881-9

29. Tillquist NM, Thorndyke MP, Thomas TA, Coleman SJ, Engle TE. Impact of cell culture and copper dose on gene expression in bovine liver. Biol Trace Elem Res. 2022; 200(5): 2113-2121. doi: 10.1007/s12011-021-02829-5

30. Mattie MD, Freedman JH. Copper-inducible transcription: Regulation by metal- and oxidative stress-responsive pathways. Am J Physiol Cell Physiol. 2004; 286(2): C293-C301. doi: 10.1152/ajpcell.00293.2003

31. Samet JM, Graves LM, Quay J, Dailey LA, Devlin RB, Ghio AJ, et al. Activation of MAPKs in human bronchial epithelial cells exposed to metals. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 1998; 275(3): L551-L558. doi: 10.1152/ajplung.1998.275.3.L551