Устойчивость биоплёнок Rhodococcus ruber к наночастицам CuO в зависимости от состава экзополимерного матрикса

   Введение. Широкое использование наночастиц оксида меди (НЧ CuO) увеличивает их выброс в окружающую среду, что приводит к накоплению в трофических цепях. Бактериальные биоплёнки более устойчивы к физико-химическим факторам по сравнению с планктонными клетками благодаря экзополимерному матриксу (ЭПМ), состоящему из полисахаридов, белков, липидов и нуклеиновых кислот. Актинобактерии рода Rhodococcus перспективны для экобиотехнологии благодаря способности к биодеградации нефтепродуктов, пестицидов и других органических загрязнителей, а также биоаккумуляции тяжёлых металлов.
   Цель исследования. Изучить влияние НЧ CuO на жизнеспособность клеток Rhodococcus ruber ИЭГМ 231 в биоплёнках и динамику основных компонентов ЭПМ.
   Материалы и методы. Биоплёнки R. ruber выращивали на покровных стёклах в присутствии НЧ CuO, компоненты ЭПМ изучали с помощью конфокальной лазерной сканирующей микроскопии (КЛСМ) путём дифференцирующего окрашивания флурофорами: LIVE/DEAD – для живых и мёртвых клеток; Nile Red – для липидов; FITC – для белков; Calcofluor White – для бета-полисахаридов.
   Результаты. Биоплёнки R. ruber, выращенные в минеральной среде с 1,0 об. % н-гексадекана, были более устойчивы к НЧ CuO по сравнению с биоплёнками, растущими в полноценной питательной среде (МПБ). Это обусловлено более интенсивным формированием ЭПМ, играющего основную роль в защите клеток от бактерицидного действия нанометалла. Показан слабый стимулирующий эффект низкой (0,001 г/л) концентрации НЧ CuO на биоплёнкообразование родококков. Изучены динамика и локализация основных компонентов ЭПМ биоплёнок при длительном (24–72 ч) культивировании с НЧ CuO. Выявлено повышенное содержание липидного компонента ЭПМ, увеличение относительного содержания полисахаридов и белков при воздействии высоких (0,01–0,1 г/л) концентраций НЧ CuO.
   Заключение. Понимание механизмов взаимодействия нанометаллов и биоплёнок родококков будет способствовать созданию эффективных биокатализаторов на их основе и способов очистки окружающей среды. Полученные данные могут также использоваться для борьбы с нежелательными биоплёнками с помощью наночастиц металлов.

1. Grigore M. E., Biscu E. R., Holban A. M., Gestal M. C., Grumezescu A. M. Methods of synthesis, properties and biomedical applications of CuO nanoparticles. Pharmaceuticals (Basel). 2016; 9 (4): 75. https://doi.org/10.3390/ph9040075

2. Pugazhendhi A., Kumar S. S., Manikandan M., Saravanan M. Photocatalytic properties and antimicrobial efficacy of Fe-doped CuO nanoparticles against the pathogenic bacteria and fungi. Microb Pathogenesis. 2018; 122: 84-89. https://doi.org/10.1016/j.micpath.2018.06.016

3. Chethana D. M., Thanujaa T. C., Maheshb H. M., Kirubac M. S., Josec A. S., Barshilia H. C., et al. Synthesis, structural, magnetic and NO₂ gas sensing property of CuO nanoparticles. Ceramics Int. 2021; 47: 10381-10387. https://doi.org/10.1016/j.ceramint.2020.06.129

4. Ruiz P., Katsumiti A., Nieto J. A., Bori J., Jimeno-Romero A., Reip P., et al. Short-term effects on antioxidant enzymes and long-term genotoxic and carcinogenic potential of CuO nanoparticles compared to bulk CuO and ionic copper in mussels Mytilus galloprovincialis. Mar Env Res. 2015; 11: 107-120. https://doi.org/10.1016/j.marenvres.2015.07.018

5. Jahid I. K., Han R. N., Sang-Do-Ha S. S. Competitive interactions inside mixed-culture biofilms of Salmonella typhimurium and cultivable indigenous microorganisms on lettuce enhance microbial resistance of their sessile cells to ultraviolet C (UV-C) irradiation. Food Res Int. 2014; 55: 445-454. https://doi.org/10.1016/j.foodres.2013.11.042

6. Al-Shamiri M. M., Zhang S., Mi P., Liu Y., Xun M., Yang E., et al. Phenotypic and genotypic characteristics of Acinetobacter baumannii enrolled in the relationship among antibiotic resistance, biofilm formation and motility. Microb Pathog. 2021; 155: 104922. https://doi.org/10.1016/j.micpath.2021.104922

7. Recupido F., Petala M., Casertac S., Kostoglou S., Guidoc S., Karapantsios T. D. Wetting properties of dehydrated biofilms under different growth conditions. Coll Surf B Biointerfaces. 2021; 210: 112245. https://doi.org/10.1016/j.colsurfb.2021.112245

8. Brilhante R. S. N., de Aguiar F. R. M., da Silva M. L.Q., de Oliveira J. S., de Camargo Z. P., Rodrigues A. M., et al. Antifungal susceptibility of Sporothrix schenckii complex biofilms. Med Mycol. 2018; 56: 297-306. https://doi.org/10.1093/mmy/myx043

9. Martínková L., Uhnáková B., Pátek M., Nešvera J., Křen V. Biodegradation potential of the genus Rhodococcus. Environ Int. 2009; 5: 162-177. https://doi.org/10.1016/j.envint.2008.07.018

10. Krivoruchko A. V., Kuyukina M. S., Ivshina I. B. Advanced Rhodococcus biocatalysts for environmental biotechnologies. Catalysts. 2021; 9 (3): 236. https://doi.org/10.3390/catal9030236

11. Kuyukina M. S., Ivshina I. B., Krivoruchko A. V., Peshkur T. V., Cunninghamc C. J. Improvement of jet fuel contaminated water treatment in a fluidized-bed bioreactor by introducing nickel nanoparticles. Int Biodeterior Biodegrad. 2021; 164: 105308. https://doi.org/10.1016/j.ibiod.2021.105308

12. Ivshina I. B., Kuyukina M. S., Kamenskikh T. N., Krivoruchko A. V., Tyumina E. A., Elkin A. A. Hydrocarbon-oxidizing Rhodococci: Features of Biological organization under the influence of eco-pollutants. Atlas-monograph. 2021. (In Russ.).

13. Karygianni L., Ren Z., Koo H., Thurnheer T. Biofilm matrixome: Extracellular components in structured microbial communities. Trends Microbiol. 2020; 28: 668-681. https://doi.org/10.1016/j.tim.2020.03.016

14. Kuyukina M. S., Ivshina I. B., Rychkova M. I., Chumakov O. B. Effect of cell lipid composition on the formation of nonspecific antibiotic resistance in alkanotrophic rhodococci. Microbiology. 2000; 69: 51-57. https://doi.org/10.1007/BF02757257

15. Miao M., Wang C., Hou J., Wang P., Ao Y., Li Y., et al. Aggregation and removal of copper oxide (CuO) nanoparticles in wastewater environment and their effects on the microbial activities of wastewater biofilms. Biores Technol. 2016; 216: 537-544. https://doi.org/10.1016/j.biortech.2016.05.082

16. Selvaraj R. S. A., Rajendran M., Nagaiah H. P. Re-potentiation of β-lactam antibiotic by synergistic combination with biogenic copper oxide nanocubes against biofilm forming multidrugresistant bacteria. Molecules. 2019; 17: 3055. https://doi.org/10.3390/molecules24173055

17. Naseer M., Ramadan R., Xing J., Samak N. A. Facile green synthesis of copper oxide nanoparticles for the eradication of multidrug resistant Klebsiella pneumonia and Helicobacter pylori biofilms. Int Biodeter Biodegrad. 2019; 159: 105201. https://doi.org/10.1016/j.ibiod.2021.105201

18. Fagerlind M. G., Webb J. S., Barraud N., McDougald D., Jansson A., Nilsson P., et al. Dynamic modelling of cell death during biofilm development. J Theor Biol. 2012; 295: 23-36. https://doi.org/10.1016/j.jtbi.2011.10.007

19. D’Acuntoa B., Esposito G., Frunzo L., Pirozzi F. Dynamic modeling of sulfate reducing biofilms. Comput Math Appl. 2011; 62: 2601-2608. https://doi.org/10.1016/j.camwa.2011.07.064

20. Buhmann M., Stiefel P., Maniura-Weber K., Ren Q. In vitro biofilm models for device-related infections. Trends Biotechnol. 2014; 1: 1-4. https://doi.org/10.1016/j.tibtech.2016.05.016

21. Ivshina I. B., Kuyukina M. S., Krivoruchko A. V., Plekhov O. A., Naimark O. B., Podorozhko E. A., et al. Biosurfactantenhanced immobilization of hydrocarbon-oxidizing Rhodococcus ruber on sawdust. Appl Microbiol Biotechnol. 2013; 97: 5315-5327. https://doi.org/10.1007/s00253-013-4869-y

22. Ikuma K., Decho A. W., Lau B. L. When nanoparticles meet biofilms - interactions guiding the environmental fate and accumulation of nanoparticles. Front Microbiol. 2015; 6: 591. https://doi.org/10.3389/fmicb.2015.00591

23. Ke P. C., Lin S., Parak W. J., Davis T. P., Caruso F. A decade of the protein corona. ACS Nano. 2017; 11: 11773-11776. https://doi.org/10.1021/acsnano.7b08008

24. Ivshina I. B., Kuyukina M. S., Kostina L. V. Adaptive mechanisms of nonspecific resistance to heavy metal ions in alkanotrophic actinobacteria. Rus J Ecology. 2013; 44 (2): 123-130.

25. Adav S. S., Lin J. C., Yang Z., Whiteley C. G., Lee D. J., Peng X. F., et al. Stereological assessment of extracellular polymeric substances, exo-enzymes, and specific bacterial strains in bioaggregates using fluorescence experiments. Biotechnol Adv. 2016; 28: 255-280. https://doi.org/10.1016/j.biotechadv.2009.08.006

26. Kassinger K. S., Hoek M. L. Biofilm architecture: an emerging synthetic biology target. Synth Sys Biotechnol. 2020; 5: 1-10. https://doi.org/10.1016/j.synbio.2020.01.001

27. Flemming H. C., Wuertz S. Bacteria and archaea on Earth and their abundance in biofilms. Nat Rev Microbiol. 2019; 17: 247-260. https://doi.org/10.1038/s41579-019-0158-9

28. Hoostal M. J., Bidart-Bouzat M. G., Bouzat J. L. Local adaptation of microbial communities to heavy metal stress in polluted sediments of Lake Erie. FEMS Microbiol Ecol. 2008; 65: 156-168. https://doi.org/10.1111/j.1574-6941.2008.00522.x

29. Wilmaerts D., Windels E. M., Verstraeten N., Michiels J. General mechanisms leading to persister formation and awakening. Trends Genet. 2019; 35: 401-411. https://doi.org/10.1016/j.tig.2019.03.007