Структурные и молекулярные изменения в эпицентре повреждения и в отдалённых сегментах спинного мозга крысы на фоне реабилитационной двигательной нагрузки

Обоснование. Травма спинного мозга (ТСМ) приводит к полной или частичной потере чувствительных и/или  двигательных функций ниже уровня повреждения вследствие гибели нейронов и нейроглии, дегенерации аксонов и нарушению гемато-спинномозгового барьера (ГСМБ). Двигательная реабилитация является перспективной стратегией для восстановления после ТСМ, но её молекулярные и клеточные механизмы малоизучены, особенно вдали от  эпицентра повреждения в  области центрального генератора паттерна.

Цель работы. Оценить структурные и молекулярные изменения, происходящие в областях, приближенных (Th₉) и отдалённых (L₂) от эпицентра (Th₈) травмы спинного мозга крысы, на фоне реабилитационной двигательной нагрузки.

Методы. В исследовании моделировали ТСМ крысы на уровне Th₈. Животные были разделены на контрольную группу (ТСМ) и группу, подвергавшуюся реабилитационной двигательной нагрузке (ТСМ + ДРеаб). Оценка структурных и  молекулярных изменений проводилась в  грудном (Th₉) и  поясничном (L₂) отделах. Количество сохранных миелиновых волокон оценивали с помощью гистологического окрашивания метиленовым синим, степень повреждения ГСМБ – по  эпифлуоресценции красителя Эванса. Для  анализа экспрессии матричной РНК (мРНК) генов, кодирующих синтез белков перисинаптических отростков астроцитов, использовали количественную полимеразную цепную реакцию.

Результаты. В  поясничном отделе (L₂) при  реабилитации наблюдалось большее количество миелиновых волокон в  кортикоспинальном тракте по  сравнению с  контрольной группой. Выявлена сильная отрицательная корреляция (r = –0,761) между эпифлуоресценцией красителя Эванса и площадью сохранной ткани в области Th₇–Th₉ у реабилитированных животных, однако эта  связь не  является статистически значимой. Молекулярный анализ показал, что реабилитация не влияет на поляризацию астроцитов в нейротоксический фенотип и изменения перисинаптических отростков как в приближенных, так и в удалённых областях.

Заключение. Двигательная реабилитация способствует сохранению миелиновых волокон в  поясничном отделе и  уменьшению повреждения ГСМБ в области, приближенной к ТСМ. Однако проводимая реабилитация не влияет на поляризацию астроцитов и изменения экспрессии мРНК генов, кодирующих синтез белков перисинаптических отростков астроцитов.

1. Chelyshev Yu. More attention on segments remote from the primary spinal cord lesion site. Front Biosci (Landmark Ed). 2022; 27(8): 235. doi: 10.31083/j.fbl2708235

2. Duan R, Qu M, Yuan Y, Lin M, Liu T, Huang W, et al. Clinical benefit of rehabilitation training in spinal cord injury. Spine (Phila Pa 1976). 2021; 46(6): E398-E410. doi: 10.1097/BRS.0000000000003789

3. Basso DM, Beattie MS, Bresnahan JC. A sensitive and reliable locomotor rating scale for open field testing in rats. JNeurotrauma. 1995; 12(1): 1-21. doi: 10.1089/neu.1995.12.1

4. Hayashibe M, Homma T, Fujimoto K, Oi T, Yagi N, Kashihara M, et al. Locomotor improvement of spinal cord-injured rats through treadmill training by forced plantar placement of hind paws. Spinal Cord. 2016; 54(7): 521-529. doi: 10.1038/sc.2015.186

5. Ageeva T, Sabirov D, Sufianov A, Davletshin E, Plotnikova E, Shigapova R, et al. The impact of treadmill training on tissue integrity, axon growth, and astrocyte modulation. IntJ Mol Sci. 2024; 25(7): 3772. doi: 10.3390/ijms25073772

6. Pukos N, Goodus MT, Sahinkaya FR, McTigue DM. Myelin status and oligodendrocyte lineage cells over time after spinal cord injury: What do we know and what still needs to be unwrapped? Glia. 2019; 67(11): 2178-2202. doi: 10.1002/glia.23702

7. Alizadeh A, Dyck SM, Karimi-Abdolrezaee S. Myelin damage and repair in pathologic CNS: Challenges and prospects. Front Mol Neurosci. 2015; 8: 35. doi: 10.3389/fnmol.2015.00035

8. Mei F, Lehmann-Horn K, Shen YAA, Rankin KA, Stebbins KJ, Lorrain DS, et al. Accelerated remyelination during inflammatory demyelination prevents axonal loss and improves functional recovery. Elife. 2016; 5: e18246. doi: 10.7554/eLife.18246

9. Zawadzka M, Yeghiazaryan M, Niedziółka S, Miazga K, Kwaśniewska A, Bekisz M, et al. Forced remyelination promotes axon regeneration in a rat model of spinal cord injury. IntJ Mol Sci. 2022; 24(1): 495. doi: 10.3390/ijms24010495

10. Anwar MA, Al Shehabi TS, Eid AH. Inflammogenesis of secondary spinal cord injury. Front Cell Neurosci. 2016; 10. URL: http://journal.frontiersin.org/Article/10.3389/fncel.2016.00098/abstract [date of access: 17.07.2024].

11. Martin J. Harnessing neural activity to promote repair of the damaged corticospinal system after spinal cord injury. Neural Regen Res. 2016; 11(9): 1389-1391. doi: 10.4103/1673-5374.191199

12. Jiang YQ, Zaaimi B, Martin JH. Competition with primary sensory afferents drives remodeling of corticospinal axons in mature spinal motor circuits. J Neurosci. 2016; 36(1): 193-203. doi: 10.1523/JNEUROSCI.3441-15.2016

13. Flynn JR, Graham BA, Galea MP, Callister RJ. The role of propriospinal interneurons in recovery from spinal cord injury. Neuropharmacology. 2011; 60(5): 809-822. doi: 10.1016/j.neuropharm.2011.01.016

14. Bareyre FM, Kerschensteiner M, Raineteau O, Mettenleiter TC, Weinmann O, Schwab ME. The injured spinal cord spontaneously forms a new intraspinal circuit in adult rats. Nat Neurosci. 2004; 7(3): 269-277. doi: 10.1038/nn1195

15. Noble LJ, Donovan F, Igarashi T, Goussev S, Werb Z. Matrix metalloproteinases limit functional recovery after spinal cord injury by modulation of early vascular events. J Neurosci. 2002; 22(17): 7526-7535. doi: 10.1523/JNEUROSCI.22-17-07526.2002

16. Wells JEA, Rice TK, Nuttall RK, Edwards DR, Zekki H, Rivest S, et al. An adverse role for matrix metalloproteinase 12 after spinal cord injury in mice. J Neurosci. 2003; 23(31): 10107-10115. doi: 10.1523/JNEUROSCI.23-31-10107.2003

17. Ying X, Xie Q, Li S, Yu X, Zhou K, Yue J, et al. Water treadmill training attenuates blood-spinal cord barrier disruption in rats by promoting angiogenesis and inhibiting matrix metalloproteinase-2/9 expression following spinal cord injury. Fluids Barriers CNS. 2020; 17(1): 70. doi: 10.1186/s12987-020-00232-1

18. Faw TD, Lakhani B, Schmalbrock P, Knopp MV, Lohse KR, Kramer JLK, et al. Eccentric rehabilitation induces white matter plasticity and sensorimotor recovery in chronic spinal cord injury. Exp Neurol. 2021; 346: 113853. doi: 10.1016/j.expneurol.2021.113853

19. Cheng J, Shen W, Jin L, Pan J, Zhou Y, Pan G, et al. Treadmill exercise promotes neurogenesis and myelin repair via upregulating Wnt/β-catenin signaling pathways in the juvenile brain following focal cerebral ischemia/reperfusion. Int J Mol Med. 2020; 45(5): 1447-1463. doi: 10.3892/ijmm.2020.4515

20. Mukhamedshina YO, Akhmetzyanova ER, Kostennikov AA, Zakirova EY, Galieva LR, Garanina EE, et al. Adipose-derived mesenchymal stem cell application combined with fibrin matrix promotes structural and functional recovery following spinal cord injury in rats. Front Pharmacol. 2018; 9: 343. doi: 10.3389/fphar.2018.00343

21. Kabdesh IM, Mukhamedshina YO, Arkhipova SS, Sabirov DK, Kuznecov MS, Vyshtakalyuk AB, et al. Cellular and molecular gradients in the ventral horns with increasing distance from the injury site after spinal cord contusion. Front Cell Neurosci. 2022; 16: 817752. doi: 10.3389/fncel.2022.817752

22. Yu G, Zhang Y, Ning B. Reactive astrocytes in central nervous system injury: Subgroup and potential therapy. Front Cell Neurosci. 2021; 15: 792764. doi: 10.3389/fncel.2021.792764

23. Hu X, Xu W, Ren Y, Wang Z, He X, Huang R, et al. Spinal cord injury: Molecular mechanisms and therapeutic interven tions. Signal Transduct Target Ther. 2023; 8(1): 245. doi: 10.1038/s41392-023-01477-6

24. Lima R, Monteiro A, Salgado AJ, Monteiro S, Silva NA. Pathophysiology and therapeutic approaches for spinal cord injury. IntJ Mol Sci. 2022; 23(22): 13833. doi: 10.3390/ijms232213833

25. Bernardinelli Ya, Muller D, Nikonenko I. Astrocytesynapse structural plasticity. Neural Plast. 2014; 2014: 232105. doi: 10.1155/2014/232105

26. Schiweck J, Eickholt BJ, Murk K. Important shapeshifter: Mechanisms allowing astrocytes to respond to the changing nervous system during development, injury and disease. Front Cell Neurosci. 2018; 12: 261. doi: 10.3389/fncel.2018.00261

27. Ko HG, Chun H, Han S, Kaang BK. Role of spinal astrocytes through the perisynaptic astrocytic process in pathological pain. Mol Brain. 2023; 16(1): 81. doi: 10.1186/s13041-023-01069-z

28. Kabdesh IM, Arkhipova SS, Mukhamedshina YO, James V, Rizvanov AA, Chelyshev YA. The function of NG2/CSPG4-expressing cells in the rat spinal cord injury: An immunoelectron microscopy study. Neuroscience. 2021; 467: 142-149. doi: 10.1016/j.neuroscience.2021.05.031