Влияние композитного коллагенсодержащего гидрогеля на функциональную активность фибробластов после кислотноиндуцированного повреждения in vitro

Хорошо известно, что кислотность микроокружения оказывает значимое влияние на функциональную активность клеток, участвующих в восстановлении ткани. На сегодняшний день пока недостаточно полно исследовано действие биоматериалов, содержащих в своём составе компоненты межклеточного матрикса дермы человека, на фибробласты, находящиеся в условиях ацидоза.

Цель исследования. Оценить влияние композитного гидрогеля, содержащего в своём составе компоненты дермы, на функциональную активность интактных фибробластов и фибробластов с кислотно-индуцированной дисфункцией.

Материалы и методы. Для имитации физико-химических условий острого воспаления фибробласты человека инкубировали в течение часа при 39 °С в закисленной до рН = 6 питательной среде. С использованием методов световой и люминесцентной микроскопии оценивали морфометрические характеристики фибробластов кожи человека. Оценку количества апоптических клеток и индекса пролиферации выполняли с использованием проточной цитофлуориметрии.

Результаты. Установлено, что воздействие на фибробласты кислой среды ингибирует их адгезивные свойства и снижает скорость роста клеток. Внесение гидрогеля в клеточную суспензию с повреждёнными клетками восстанавливает адгезивные свойства и рост клеток. В популяции фибробластов после кислотного воздействия снижается количество живых клеток и увеличивается количество клеток в стадии апоптоза. Культивирование повреждённых фибробластов в присутствии композитного гидрогеля увеличивает количество живых клеток в популяции и снижает количество апоптических клеток. Кислотно-индуцированное повреждение фибробластов снижает индекс пролиферативной активности. Выявлено, что внесение гидрогеля в культуральную среду стимулирует пролиферативную активность как интактных, так и повреждённых фибробластов. Полученные результаты указывают на то, что композитный гидрогель, состоящий из компонентов внеклеточного матрикса, способен восстанавливать функциональную активность фибробластов, повреждённых в результате воздействия кислой среды. Полученные результаты могут быть использованы для создания биоматериалов, повышающих эффективность регенерации кожных покровов при чрезмерно интенсивном остром воспалении.

1. Schneider LA, Korber A, Grabbe S, Dissemond J. Influence of pH on wound-healing: A new perspective for wound-therapy? Arch Dermatol Res. 2007; 298(9): 413-420. doi: 10.1007/s00403006-0713-x

2. Liu Y, Kalén A, Risto O, Wahlström O. Fibroblast proliferation due to exposure to a platelet concentrate in vitro is pH dependent. Wound Repair Regen. 2002; 10(5): 336-340. doi: 10.1046/j.1524475x.2002.10510.x

3. Brand A, Singer K, Koehl GE, Kolitzus M, Schoenhammer G, Thiel A, et al. LDHA-associated lactic acid production blunts tumor immunosurveillance by T and NK cells. Cell Metab. 2016; 24(5): 657671. doi: 10.1016/j.cmet.2016.08.011

4. Rostamian H, Khakpoor-Koosheh M, Jafarzadeh L, Masoumi E, Fallah-Mehrjardi K, Tavassolifar MJ, et al. Restricting tumor lactic acid metabolism using dichloroacetate improves T cell functions. BMC Cancer. 2022; 22(1): 39. doi: 10.1186/s12885-021-09151-2

5. Marin E, Bouchet-Delbos L, Renoult O, Louvet C, NerriereDaguin V, Managh AJ, et al. Human tolerogenic dendritic cells regulate immune responses through lactate synthesis. Cell Metab. 2019; 30(6): 1075-1090.e8. doi: 10.1016/j.cmet.2019.11.011

6. Shan T, Chen S, Chen X, Wu T, Yang Y, Li S, et al. M2TAM subsets altered by lactic acid promote Tcell apoptosis through the PDL1/PD1 pathway. Oncol Rep. 2020; 44(5): 1885-1894. doi: 10.3892/or.2020.7767

7. Woodley DT. Distinct fibroblasts in the papillary and reticular dermis: Implications for wound healing. Dermatol Clin. 2017; 35: 95-100. doi: 10.1016/j.det.2016.07.004.7

8. Lengheden A, Jansson L. pH effects on experimental wound healing of human fibroblasts in vitro. Eur J Oral Sci. 1995; 103: 148155. doi: 10.1111/j.1600-0722.1995.tb00016.x

9. Quinn WJ 3rd, Jiao J, TeSlaa T, Stadanlick J, Wang Z, Wang L, et al. Lactate limits T cell proliferation via the NAD(H) redox state. Cell Rep. 2020; 33(11): 108500. doi: 10.1016/j.celrep.2020.108500

10. Hakimi N, Cheng R, Leng L, Sotoudehfar M, Ba PQ, Bakhtyar N, et al. Handheld skin printer: In situ formation of planar biomaterials and tissues. Lab Chip. 2018; 18(10): 1440-1451. doi: 10.1039/c7lc01236e

11. Regier MC, Montanez-Sauri SI, Schwartz MP, Murphy WL, Beebe DJ, Sung KE. The influence of biomaterials on cytokine production in 3D cultures. Biomacromolecules. 2017; 18(3): 709-718. doi: 10.1021/acs.biomac.6b01469

12. Sheikholeslam M, Wright ME, Jeschke MG, Amini-Nik S. Biomaterials for skin substitutes. Adv Healthcare Mat. 2018; 7: 1002. doi: 10.1002/adhm.201700897

13. Cabral LRB, Teixeira LN, Gimenez RP, Demasi APD, de Brito Junior RB, de Araújo VC, et al. Effect of hyaluronic acid and poly-l-lactic acid dermal fillers on collagen synthesis: An in vitro and in vivo study. Clin Cosmet Investig Dermatol. 2020; 13: 701-710. doi: 10.2147/CCID.S266015

14. Gilmutdinova IR, Kostromina E, Yakupova RD, Eremin PS. Development of nanostructured bioplastic material for wound healing. Eur J Transl Myol. 2021; 31: 1-5. doi: 10.4081/ejtm.2021.9388

15. Gomez-Gutierrez JG, Bhutiani N, McNally MW, Chuong P, Yin W, Jones MA, et al. The neutral red assay can be used to evaluate cell viability during autophagy or in an acidic microenvironment in vitro. Biotech Histochem. 2021; 96(4): 302-310. doi: 10.1080/10520295.2020.1802065

16. Hwang SJ, Ha GH, Seo WY, Kim CK, Kim K, Lee SB. Human collagen alpha-2 type I stimulates collagen synthesis, wound healing, and elastin production in normal human dermal fibroblasts (HDFs). BMB Rep. 2020; 53: 539-544. doi: 10.5483/BMBRep.2020.53.10.120

17. Drobnik J, Pietrucha K, Piera L, Szymański J, Szczepanowska A. Collagenous scaffolds supplemented with hyaluronic acid and chondroitin sulfate used for wound fibroblast and embryonic nerve cell culture. Adv Clin Exp Med. 2017; 26(2): 223-230. doi: 10.17219/acem/62835

18. Huang J, Heng S, Zhang W, Liu Y, Xia T, Ji C, et al. Dermal extracellular matrix molecules in skin development, homeostasis, wound regeneration and diseases. Semin Cell Dev Biol. 2022; 128: 137-144. doi: 10.1016/j.semcdb.2022.02.027

19. Metwally S, Ferraris S, Spriano S, Krysiak ZJ, Kaniuk Ł, Marzec MM, et al. Surface potential and roughness controlled cell adhesion and collagen formation in electrospun PCL fib ers for bone regeneration. Mater Design. 2020; 194: 108915. doi: 10.1016/j.matdes.2020.108915

20. Xu L, Meng J, Zhang S, Ma X, Wang S. The amplified effect of surface charge on cell adhesion by nanostructures. Nanoscale. 2016; 8: 12540-12543. doi: 10.1039/C6NR00649C

21. Wolf MT, Daly KA, Brennan-Pierce EP, Johnson SA, Carruthers CA, D’Amore A, et al. A hydrogel derived from decellularized dermal extracellular matrix. Biomaterials. 2012; 33(29): 7028-7038. doi: 10.1016/j.biomaterials.2012.06.051

22. Mohamed A, Xing M. Nanomaterials and nanotechnology for skin tissue engineering. Int J Burns Trauma. 2021. 2: 29-41.

23. Sun L, Huang Y, Bian Z, Petrosino J, Fan Z, Wang Y, et al. Sundew-inspired adhesive hydrogels combined with adiposederived stem cells for wound healing. ACS Appl Mater Interfaces. 2016; 8(3): 2423-2434. doi: 10.1021/acsami.5b11811

24. Zhang X, Kang X, Jin L, Bai J, Liu W, Wang Z. Stimulation of wound healing using bioinspired hydrogels with basic fibroblast growth factor (bFGF). Int J Nanomedicine. 2018; 4(13): 3897-3906. doi: 10.2147/IJN.S168998

25. Anderegg U, Halfter N, Schnabelrauch M, Hintze V. Collagen/glycosaminoglycan-based matrices for controlling skin cell responses. Biol Chem. 2021; 402(11): 1325-1335. doi: 10.1515/hsz-2021-0176

26. Chattopadhyay S, Raines RT. Review collagen-based biomaterials for wound healing. Biopolymers. 2014; 101: 821-833. doi: 10.1002/bip.22486