Современные анатомо-физиологические основы поддержания прозрачности стромы роговицы
https://doi.org/10.29413/ABS.2023-8.4.21
Аннотация
Статья представляет собой литературный обзор на тему современной концепции анатомо-физиологического строения и функционирования роговицы. Строгая морфологическая структура и гомеостаз ткани роговицы обеспечивают её прозрачность. Изучение механизмов, регулирующих постоянство внутренней среды ткани роговицы, позволяет приблизиться к пониманию перспектив регенеративной терапии патологии стромы роговицы. В статье подробно рассматриваются роль и функциональный потенциал стромальных клеток роговицы, которые способны к обратной цитодифференцировке, что в первую очередь обеспечивает поддержание гомеостаза ткани и прозрачности роговицы. Функциональная активность клеток роговицы может изменяться по ряду причин, которые могут носить характер экзогенных, ятрогенных (травма, инфекции и др.) либо быть эндогенными. К эндогенным причинам относят: патологии ауторегуляции клеток (например, ферментопатии); дефекты транспортных систем, приводящих к гипоксии тканей; расстройства нервно-гуморальной регуляции трофики. Физическая причина нарушения прозрачности роговицы заключается в увеличении рассеивания света. В статье приводится пять основных причин повышенного светорассеяния в непрозрачной роговице, а также представлен обзор основных веществ – компонентов и продуктов клеточного синтеза стромальных клеток роговицы: цитокинов и факторов роста (комплекс из сигнальной молекулы и рецептора SDF1/CXCR4, инсулиноподобный фактор роста 1, фактор некроза опухоли альфа, молекула межклеточной адгезии 1, эритропоэтин, нейротрофические факторы, и др). Таким образом, помутнение роговицы может вызываться как одним патогенетическим механизмом, так и комплексным воздействием нескольких факторов. Основные процессы регуляции тканевого гомеостаза направлены на поддержание уникальной морфологической структуры роговицы.
Об авторах
К. Ю. КраснерРоссия
Краснер Кристина Юрьевна – врач-офтальмолог; младший научный сотрудник лаборатории клеточных технологий
630096, г. Новосибирск, ул. Колхидская, 10;
630060, г. Новосибирск, ул. Тимакова, 2
О. В. Повещенко
Россия
Повещенко Ольга Владимировна – доктор медицинских наук, профессор, заведующая лабораторией клеточных технологий
630060, г. Новосибирск, ул. Тимакова, 2
М. А. Суровцева
Россия
Суровцева Мария Александровна – кандидат медицинских наук, старший научный сотрудник лаборатории клеточных технологий
630060, г. Новосибирск, ул. Тимакова, 2
А. Н. Трунов
Россия
Трунов Александр Николаевич – доктор медицинских наук, профессор, руководитель научного отдела
630096, г. Новосибирск, ул. Колхидская, 10
И. И. Ким
Россия
Ким Ирина Иннокентьевна – кандидат медицинских наук, научный сотрудник лаборатории клеточных технологий
630060, г. Новосибирск, ул. Тимакова, 2
Н. А. Бондаренко
Россия
Бондаренко Наталия Анатольевна – кандидат медицинских наук, научный сотрудник лаборатории клеточных технологий
630060, г. Новосибирск, ул. Тимакова, 2
В. В. Черных
Россия
Черных Валерий Вячеславович – доктор медицинских наук, профессор, директор
630096, г. Новосибирск, ул. Колхидская, 10
Список литературы
1. Robaei D, Watson S. Corneal blindness: A global problem. Clin Exp Ophthalmol. 2014; 42(3): 213-214. doi: 10.1111/ceo.12330
2. Stramer BM, Zieske JD, Jung JC, Austin JS, Fini ME. Molecular mechanisms controlling the fibrotic repair phenotype in cornea: Implications for surgical outcomes. Invest Ophthalmol Vis Sci. 2003; 44(10): 4237-4246. doi: 10.1167/iovs.02-1188
3. Gain P, Jullienne R, He Z, Aldossary M, Acquart S, Cognasse F, et al. Global survey of corneal transplantation and eye banking. JAMA Ophthalmol. 2016; 134: 167-173. doi: 10.1001/jamaophthalmol.2015.4776
4. Young RD, Knupp C, Pinali C, Png KM, Ralphs JR, Bushby AJ, et al. Three-dimensional aspects of matrix assembly by cells in the developing cornea. Proc Nat Acad Sci U S A. 2014; 111(2): 687-692. doi: 10.1073/pnas.1313561110
5. Ремингтон Л.Э. Клиническая анатомия и физиология зрительной системы. М.: ИД «Городец»; 2020.
6. Nishida T. Commanding roles of keratocytes in health and disease. Cornea. 2010; 29(1): S3-S6. doi: 10.1097/ICO.0b013e3181f2d578
7. Carlson EC, Liu CY, Chikama T, Hayashi Y, Kao CW, Birk DE, et al. Keratocan a cornea-specific keratan sulfate proteoglycan is regulated by lumican. J Biol Chem. 2005; 280(27): 25541-25547. doi: 10.1074/jbc.M500249200
8. Kao WW, Liu CY. Roles of lumican and keratocan on corneal transparency. Glycoconjugate J. 2002; 19(4–5): 275-285. doi: 10.1023/A:1025396316169
9. Leung BK, Bonanno JA, Radke CJ. Oxygen-deficient metabolism and corneal edema. Prog Retin Eye Res. 2011; 30(6): 471-492. doi: 10.1016/j.preteyeres.2011.07.001
10. Fini ME. Keratocyte and fibroblast phenotypes in the repairing cornea. Prog Retin Eye Res. 1999; 18(4): 529-551. doi: 10.1016/s1350-9462(98)00033-0
11. Fukuda K. Corneal fibroblasts: Function and markers. Exp Eye Res. 2020; 200: 108229. doi: 10.1016/j.exer.2020.108229
12. Jester JV, Petroll WM, Barry PA, Cavanagh HD. Expression of alpha-smooth muscle (alpha-SM) actin during corneal stromal wound healing. Invest Ophthalmol Vis Sci. 1995; 36: 809-819
13. Fini ME. Keratocyte and fibroblast phenotypes in the repairing cornea. Prog Retin Eye Res. 1999; 18(4): 529-551. doi: 10.1016/s1350-9462(98)00033-0
14. Scott SG, Jun AS, Chakravarti S. Sphere formation from corneal keratocytes and phenotype specific markers. Exp Eye Res. 2011; 93(6): 898-905. doi: 10.1016/j.exer.2011.10.004
15. Sherwin T, Green CR. Stromal wound healing. Corneal Surgery: Theory, Technique and Tissue. Mosby Elsevier; 2009: 45-56. doi: 10.1016/B978-0-323-04835-4.50012-4
16. Zieske JD. Extracellular matrix and wound healing. Curr Opin Ophthalmol. 2001; 12: 237-241. doi: 10.1097/00055735-200108000-00001
17. Funderburgh JL, Mann MM, Funderburgh ML. Keratocyte phenotype mediates proteoglycan structure. A role for fibroblasts in corneal fibrosis. J Biol. Chem. 2003; 278(46): 45629-45637. doi: 10.1074/jbc.M303292200
18. Karamichos D, Guo XQ, Hutcheon AE, Zieske JD. Human corneal fibrosis: An in vitro model. Invest Ophthalmol Vis Sci. 2010; 51: 1382-1388. doi: 10.1167/iovs.09-3860
19. Chaurasia SS, Kaur H, de Medeiros FW, Smith SD, Wilson SE. Dynamics of the expression of intermediate filaments vimentin and desmin during myofibroblast differentiation after corneal injury. Exp Eye Res. 2009; 89: 133-139. doi: 10.1016/j.exer.2009.02.022
20. Saikia P, Crabb J, Dibbin L, Madison J, Juszczak BW, GeengFu J, et al. Quantitative proteomic comparison of myofibroblasts derived from bone marrow and cornea. Sci Rep. 2020; 10: 16717. doi: 10.1038/s41598-020-73686-w
21. Сандбо Н., Смольянинова Л.В., Орлов С.Н., Дулин Н.О. Регуляция дифференцировки и функционирования миофибробластов сигнальной системой цитоскелета. Успехи биологической химии. 2016; 56(13): 259-282.
22. Cherng S, Jenny Y, Hongbao M. Alpha-smooth muscle actin (α-SMA). J Am Sci. 2008; 4: 7-9. doi: 10.3390/jcm10245804
23. Maltseva O, Folger P, Zekaria D, Petridou S, Masur SK. Fibroblast growth factor reversal of the corneal myofibroblast phenotype. Invest Ophthalmol Vis Sci. 2001; 42: 2490-2495.
24. Kureshi AK, Funderburgh JL, Daniels JT. Human corneal stromal stem cells exhibit survival capacity following isolation from stored organ-culture corneas. Invest Ophthalmol Vis Sci. 2014; 55(11): 7583-7588. doi: 10.1167/iovs.14-14448
25. Nagymihaly RM, Moe MC, Petrovski G. Isolation and culture of corneal stromal stem cells. Methods Mol Biol. 2020; 2145: 1-15. doi: 10.1007/978-1-0716-0599-8_1
26. Lync AP, O’Sullivan F, Ahearne M. The effect of growth factor supplementation on corneal stromal cell phenotype in vitro using a serum-free media. Exp Eye Res. 2016; 151: 26-37. doi: 10.1016/j.exer.2016.07.015
27. Musselmann K, Kane B, Alexandrou B, Hassell JR. Stimulation of collagen synthesis by insulin and proteoglycan accumulation by ascorbate in bovine keratocytes in vitro. Invest Ophthalmol Vis Sci. 2006; 47: 5260-5266. doi: 10.1167/iovs.06-0612
28. Matthyssen S, Van den Bogerd B, Dhubhghaill SN, Koppen C, Zakaria N. Corneal regeneration: A review of stromal replacements. Acta biomaterialia. 2018; 69: 31-41. doi: 10.1016/j.actbio.2018.01.023
29. Adijanto J, Philp N. The SLC16A family of monocarboxylate transporters (MCTs) – physiology and function in cellular metabolism, pH homeostasis, and fluid transport. Curr Topics Membr. 2012; 70: 275-312. doi: 10.1016/B978-0-12-394316-3.00009-0
30. Щемелёва О.А., Рожко А.А., Рожко Ю.И. Дистрофии роговицы: практическое пособие для врачей. Гомель: ГУ «РНПЦ РМ и ЭЧ»; 2020.
31. Wollensak G, Green WR. Analysis of sex-mismatched human corneal transplants by fluorescence in situ hybridization of the sex-chromosomes. Exp Eye Res. 1999; 68: 341. doi: 10.1006/exer.1998.0611
32. Hassell JR, Birk DE. The molecular basis of corneal transparency. Exp Eye Res. 2010; 91(3): 326-335. doi: 10.1016/j.exer.2010.06.021
33. Lingling Z, Matthew C, Anderson L, Chia-Yang L. The role of corneal stroma: A potential nutritional source for the cornea. J Nat Sci. 2017; 3(8): e428.
34. Meek KM, Knupp C. Corneal structure and transparency. Prog Retin Eye Res. 2015; 49: 1-16. doi: 10.1016/j.preteyeres.2015.07.001
35. Lewis PN, Pinali C, Young RD, Meek KM, Quantock AJ, Knupp C. Structural interactions between collagen and proteoglycans are elucidated by three-dimensional electron tomography of bovine cornea. Structure. 2010; 18: 239-245. doi: 10.1016/j.str.2009.11.013
36. Cheng X, Pinsky PM. Mechanisms of self-organization for the collagen fibril lattice in the human cornea. J R Soc Interface. 2013; 10: 20130512. doi: 10.1098/rsif.2013.0512
37. Jester JV, Budge A, Fisher S, Huang J. Corneal keratocytes: Phenotypic and species differences in abundant protein expression and in vitro light-scattering. Invest Ophthalmol Vis Sci. 2005; 46: 2369e2378. doi: 10.1167/iovs.04-1225
38. Ljubimov AV, Saghizadeh M. Progress in corneal wound healing. Prog Retin Eye Res. 2015; 49: 17-45. doi: 10.1016/j.preteyeres.2015.07.002
39. Kumar A, Kumar Y, Funderburgh M, Du Y. Regenerative therapy for the cornea. Prog Retin Eye Res. 2021; 87: 101011. doi: 10.1016/j.preteyeres.2021.101011
40. Jester JV. Corneal crystallins and the development of cellular transparency. Semin Cell Dev Biol. 2008; 19(2): 82-93. doi: 10.1016/j.semcdb.2007.09.015
41. Pei Y, Reins RY, McDermott AM. Aldehyde dehydrogenase (ALDH) 3A1 expression by the human keratocyte and its repair phenotypes. Exp Eye Res. 2006; 83(5): 1063-1073. doi: 10.1016/j.exer.2006.05.011
42. Stramer BM, Fini ME. Uncoupling keratocyte loss of corneal crystallin from markers of fibrotic repair. Invest Ophthalmol Vis Sci. 2004; 45: 4010e4015. doi: 10.1167/iovs.03-1057
43. Stagos D, Chen Y, Cantore M, Jester JV, Vasiliou V. Corneal aldehyde dehydrogenases: Multiple functions and novel nuclear localization. Brain Res Bull. 2010; 81(2-3): 211-218. doi: 10.1016/j.brainresbull.2009.08.017
44. Stramer BM, Cook JR, Fini ME, Taylor A, Obin M. Induction of the ubiquitin-proteasome pathway during the keratocyte transition to the repair fibroblast phenotype. Invest Ophthalmol Vis Sci. 2001; 42: 1698e1706.
45. Mitchell R, Mellows B, Sheard J, Antonioli M, Kretz O, Chambers D, et al. Secretome of adipose-derived mesenchymal stem cells promotes skeletal muscle regeneration through synergistic action of extracellular vesicle cargo and soluble proteins. Stem Cell Res. 2019; 10: 116. doi: 10.1186/s13287-019-1213-1
46. Cheung MY, McGhee NJ, Sherwin T. A new perspective on the pathobiology of keratoconus: interplay of stromal wound healing and reactive species-associated processes. Clin Exp Optometry. 2013; 96(2): 188-196. doi: 10.1111/cxo.12025
47. Kim WJ, Rabinowitz YS, Meisler DM, Wilson SE. Keratocyte apoptosis associated with keratoconus. Exp Eye Res. 1999; 69(5): 475-481. doi: 10.1006/exer.1999.0719
48. Karamichos D, Hutcheon AE, Rich CB, Trinkaus-Randall V, Asara JM, Zieske JD. In vitro model suggests oxidative stress involved in keratoconus disease. Sci Rep. 2014; 9(4): 4608. doi: 10.1038/srep04608
49. Shetty R, Ghosh A, Lim RR, Subramani M, Mihir K, Reshma AR, et al. Elevated expression of matrix metalloproteinase-9 and inflammatory cytokines in keratoconus patients is inhibited by cyclosporine A. Invest Ophthalmol Vis Sci. 2015; 56: 738-750. doi: 10.1167/iovs.14-14831
50. West-Mays A, Dwivedi J. The keratocyte: Corneal stromal cell with variable repair phenotypes. Int J Biochem Cell Biol. 2006; 38(10): 1627-1631. doi: 10.1016/j.biocel.2006.03.010
51. Meng XM, Nikolic-Paterson DJ, Lan HY. TGF-beta: The master regulator of fibrosis. Nat Rev Nephrol. 2016; 12(6): 325-338. doi: 10.1038/nrneph.2016.48
52. Walton KL, Johnson KE, Harrison CA. Targeting TGF-beta mediated SMAD-signaling for the prevention of fibrosis. Front Pharmacol. 2017; 8: 461. doi: 10.3389/fphar.2017.00461
53. Saika S, Yamanaka O, Okada Y, Tanaka S, Miyamoto T, Sumioka T, et al. TGFβ in fibroproliferative diseases in the eye. Front Biosci (Schol Ed). 2009; 1: 376-390. doi: 10.2741/S32
54. Gilbert RW, Vickaryous MK, Viloria-Petit AM. Signalling by transforming growth factor β isoforms in wound healing and tissue regeneration. JDev Biol. 2016; 4(2): 21. doi: 10.3390/jdb4020021
55. Karamichos D, Hutcheon AE, Zieske JD. Transforming growth factor-β3 regulates assembly of a non-fibrotic matrix in a 3D corneal model. J Tissue Eng Regen Med. 2011; 5(8): e228-e238. doi: 10.1002/term.429
56. de Oliveira RC, Tye G, Sampaio LP, Shiju TM, DeDreu JR, Menko AS, et al. TGF β1 and TGF β2 proteins in corneas with and without stromal fibrosis: Delayed regeneration of apical epithelial growth factor barrier and the epithelial basement membrane in corneas with stromal fibrosis. Exp Eye Res. 2021; 202: 108325. doi: 10.1016/j.exer.2020.108325
57. Weng L, Funderburgh JL, Khandaker I, Geary ML, Yang T, Basu R, et al. The anti-scarring effect of corneal stromal stem cell therapy is mediated by transforming growth factor TGF β3. Eye Vis. 2020; 7(1): 52. doi: 10.1186/s40662-020-00217-z
58. Liu L, Yu Q, Lin J, Lai X, Cao W, Du K, et al. Hypoxia-inducible factor-1α is essential for hypoxia-induced mesenchymal stem cell mobilization into the peripheral blood. Stem Cells Dev. 2011; 20(11): 1961-1971. doi: 10.1089/scd.2010.0453
59. Kim K, Park S, Lee S, Kim J. Upregulated stromal cellderived factor 1 (SDF-1) expression and its interaction with CXCR4 contribute to the pathogenesis of severe pterygia. Invest Opthalmol Vis Sci. 2013; 54(12): 7198. doi: 10.1167/iovs.13-13044
60. Tang Q, Luo C, Lu B, Fu Q, Yin H, Qin Z, et al. Thermosensitive chitosan-based hydrogels releasing stromal cell derived factor-1 alpha recruit MSC for corneal epithelium regeneration. Acta Biomater. 2017; 1(61): 101-113. doi: 10.1016/j.actbio.2017.08.001
61. Eckert F, Schilbach K, Klumpp L, Bardoscia L, Sezgin EC, Schwab M, et al. Potential role of CXCR4 targeting in the context of radiotherapy and immunotherapy of cancer. Front Immunol. 2018; 9: 3018. doi: 10.3389/fimmu.2018.03018
62. Li X, He X, Yin Y, Wu R, Tian B, Chen F. Administration of signalling molecules dictates stem cell homing for in situ regeneration. J Cell Mol Med. 2017; 21(12): 3162-3177. doi: 10.1111/jcmm.13286
63. Miron-Mendoza M, Vazquez D, García-Rámila N, Hikaru R, Matthew Petroll I, Matthew Petroll W. Coupling of fibrin reorganization and fibronectin patterning by corneal fibroblasts in response to PDGF BB and TGFβ1. Bioengineering (Basel). 2020; 7(89): 1-18. doi: 10.3390/bioengineering7030089
64. Chaurasia SS, Kaur H, de Medeiros FW, Smith SD, Wilson SE. Dynamics of the expression of intermediate filaments vimentin and desmin during myofibroblast differentiation after corneal injury. Exp Eye Res. 2009; 89(2): 133-139. doi: 10.1016/j.exer.2009.02.022
65. Nagymihaly R, Vereb Z, Facsko A, Morten C, Petrovski G. Effect of isolation technique and location on the phenotype of human corneal stroma-derived cells. Stem Cells International. 2017; 2017: 1-12. doi: 10.1155/2017/9275248
66. Shyam SC, Rayne RL, Lakshminarayanan R, Mohan RR. Nanomedicine approaches for corneal diseases. J Funct Biomater. 2015: 6: 277-298. doi: 10.3390/jfb6020277
67. Das SK, Gupta I, Cho YK, Zhang X, Uehara H, Muddana SK, et al. Vimentin knockdown decreases corneal opacity. Invest Ophthalmol Vis Sci. 2014; 55(7): 4030-4040. doi: 10.1167/iovs.13-13494
68. Helfand BT, Mendez MG, Murthy SN, Shumaker DK, Grin B, Mahammad S, et al. Vimentin organization modulates the formation of lamellipodia. Mol Biol Cell. 2011; 22(8): 1274-1289. doi: 10.1091/mbc.E10-08-0699
69. Bargagna-Mohan P, Lei L, Thompson A, Shaw C, Kasahara K, Inagaki M, et al. Vimentin phosphorylation underlies myofibroblast sensitivity to withaferin A in vitro and during corneal fibrosis. PLoS One. 2015; 10(7): e0133399. doi: 10.1371/journal.pone.0133399
70. Berthaut A, Mirshahi P, Benabbou N, Elodie D, Aureliou A, Amu T, et al. Insulin growth factor promotes human corneal fibroblast network formation in vitro. Invest Ophthalmol. Vis Sci. 2011; 52: 7647-7653. doi: 10.1167/iovs.10-5625
71. Stuard WL, Titone R, Danielle M, Robertson DM. The IGF/Insulin-IGFBP axis in corneal development, wound healing, and disease. Front Endocrinol. 2020; 11: 24. doi: 10.3389/fendo.2020.00024
72. Sarenac T, Trapecar M, Gradisnik L, Rupnik MS, Pahor D. Single-cell analysis reveals IGF-1 potentiation of inhibition of the TGF-β/Smad pathway of fibrosis in human keratocytes in vitro. Sci Rep. 2016; 6: 34373. doi: 10.1038/srep34373
73. Okada N, Fukagawa K, Takano Y. The implications of the upregulation of ICAM-1/VCAM-1 expression of corneal fibroblasts on the pathogenesis of allergic keratopathy. Invest Ophthalmol Vis Sci. 2005; 46(12): 4512-4518. doi: 10.1167/iovs.04-1494
74. Saika S, Ikeda K, Yamanaka O, Flanders KC, Okada Y, Miyamoto T, et al. Loss of tumor necrosis factor potentiates transforming growth factor-mediated pathogenic tissue response during wound healing. Am J Pathol. 2006; 168(6): 1848-1860. doi: 10.2353/ajpath.2006.050980
75. Luo L, Kaminoh Y, Chen HY, Zhang MN, Zhang K, Ambati BK. Expression of erythropoietin and its receptor in normal and neovascularized murine corneas induced by alkali burns. IntJ Ophthalmol. 2009; 2(1): 30-33.
76. Lingtao Y, Friedrich E, Hans E. Neurotrophic factors in the human cornea. Invest Ophthalmol Vis Sci 2000; 41: 692-702.
77. Nishida T, Chikama T, Morishige N, Yanai R, Yamada N, Saito J. Persistent epithelial defects due to neurotrophic keratopathy treated with a substance p-derived peptide and insulin-like growth factor 1. Jpn J Ophthalmol. 2007; 51: 442-447. doi: 10.1007/s10384-007-0480-z
78. Yanai R, Nishida T, Chikama T, Morishige N, Yamada N, Sonoda KH. Potential new modes of treatment of neurotrophic keratopathy. Cornea. 2015; 34(11): S121-S127. doi: 10.1097/ICO.0000000000000587
79. Mastropasqua L, Massaro-Giordano G, Nubile M, Sacchetti M. Understanding the pathogenesis of neurotrophic keratitis: the role of corneal nerves. J Cell Physiol. 2017; 232: 717-724. doi: 10.1002/jcp.25623
80. Chen H, Zhang J, Dai Y, Xu J. Nerve growth factor inhibits TLR3-induced inflammatory cascades in human corneal epithelial cells. J Inflamm. 2019; 26(16): 27. doi: 10.1186/s12950-019-0232-0
Рецензия
Для цитирования:
Краснер К.Ю., Повещенко О.В., Суровцева М.А., Трунов А.Н., Ким И.И., Бондаренко Н.А., Черных В.В. Современные анатомо-физиологические основы поддержания прозрачности стромы роговицы. Acta Biomedica Scientifica. 2023;8(4):186-198. https://doi.org/10.29413/ABS.2023-8.4.21
For citation:
Krasner K.Yu., Poveshchenko O.V., Surovtseva M.A., Trunov A.N., Kim I.I., Bondarenko N.A., Chernykh V.V. Modern anatomical and physiological bases for maintaining the transparency of the corneal stroma. Acta Biomedica Scientifica. 2023;8(4):186-198. https://doi.org/10.29413/ABS.2023-8.4.21