Роль алармона (p)ppGpp в регуляции образования индола клетками Escherichia coli в зависимости от содержания глюкозы

Сигнальные молекулы индол (продукт катаболизма триптофана) и (p)ppGpp (регулятор стринджент-ответа) принимают участие в регуляции физиологических процессов, направленных на адаптацию бактериальных клеток к антибиотикам и стрессам. Однако вопрос о существовании связи между стринджент-ответом и индукцией синтеза индола требует более детального изучения.
Цель работы. Изучить влияние регулятора стринджент-ответа (p)ppGpp на продукцию индола клетками Escherichia coli в зависимости от содержания глюкозы в среде.
Материалы и методы. В данной работе исследована динамика накопления индола в периодических культурах родительского штамма E. coli BW25141 ((p)ppGpp+ штамм) и делеционного мутанта BW25141∆relA∆spoT ((p)ppGpp0 штамм) в глюкозо-минеральной среде М9, не содержащей триптофана, а также с добавкой 2 мМ триптофана. С целью изучения эффекта стресса голодания на способность бактериальных клеток синтезировать индол использовали модель лимитирования роста углеродным субстратом при двух концентрациях глюкозы – 0,1 % и 0,4 %.
Результаты. Показано, что отсутствие (p)ppGpp в клетках E. coli снижает их способность продуцировать индол в бестриптофановой среде и значительно замедляет скорость его накопления в среде, содержащей триптофан. Низкое содержание глюкозы (0,1 %) приводит к снижению образования индола клетками в среде, не содержащей триптофана. Наличие в среде предшественника синтеза индола триптофана, напротив, увеличивает продукцию индола в условиях добавки более низкой концентрации глюкозы как в (p)ppGpp+, так и в (p)ppGpp0 штаммах, демонстрируя прямую зависимость времени задержки начала образования индола от концентрации глюкозы, более выраженную в культуре мутанта, не способного к синтезу (p)ppGpp. Полученные данные интерпретируются нами как результат комплексного регуляторного воздействия механизма катаболитной репрессии и стринджент-ответа, вызванного действием алармона (p)ppGpp, на уровень экспрессии tnaCAB оперона, ответственного за биосинтез индола.

1. Kim J, Park W. Indole: A signaling molecule or a mere metabolic byproduct that alters bacterial physiology at a high concentration? J Microbiol. 2015; 53(7): 421-428. doi: 10.1007/s12275-015-5273-3

2. Vega N, Allison K, Khalil A, Collins J. Signaling-mediated bacterial persister formation. Nat Chem Biol. 2012; 8(5): 431-433. doi: 10.1038/nchembio.915

3. Potrykus K, Cashel M. (p)ppGpp: Still magical?Annu Rev Microbiol. 2008; 62: 35-51. doi: 10.1146/annurev.micro.62.081307.162903

4. Korch SB, Henderson TA, Hill TM. Characterization of the hipA7 allele of Escherichia coli and evidence that high persistence is governed by (p)ppGpp synthesis. Mol Microbiol. 2003; 50(4): 1199-1213. doi: 10.1046/j.1365-2958.2003.03779.x

5. Hauryliuk V, Atkinson GC, Murakami KS, Tenson T, Gerdes K. Recent functional insights into the role of (p)ppGpp in bacterial physiology. Nat Rev Microbiol. 2015; 13(5): 298-309. doi: 10.1038/nrmicro3448

6. Wood TK, Song S. Forming and waking dormant cells: The ppGpp ribosome dimerization persister model. Biofilm. 2020; 2: 100018. doi: 10.1016/j.bioflm.2019.100018

7. Atkinson GC, Tenson T, Hauryliuk V. The RelA/SpoT Homolog (RSH) superfamily: Distribution and functional evolution of ppGpp synthetases and hydrolases across the tree of life. PLoS One. 2011; 6(8): e23479. doi: 10.1371/journal.pone.0023479

8. Srivatsan A, Wang J. Control of bacterial transcription, translation and replication by (p)ppGpp. Curr Opin Microbiol. 2008; 11(2): 100-105. doi: 10.1016/j.mib.2008.02.001

9. Liu S, Wu N, Zhang S, Yuan Y, Zhang W, Zhang Y. Variable persister gene interactions with (p)ppGpp for persister formation in Escherichia coli. Front Microbiol. 2017; 8: 1795. doi: 10.3389/fmicb.2017.01795

10. Zarkan A, Liu J, Matuszewska M, Gaimster H, Summers DK. Local and universal action: The paradoxes of indole signalling in bacteria. Trends Microbiol. 2020; 28(7): 566-577. doi: 10.1016/j.tim.2020.02.007

11. Sanchez-Vazquez P, Dewey CN, Kitten N, Ross W, Gourse RL. Genome-wide effects on Escherichia coli transcription from ppGpp binding to its two sites on RNA polymerase. Proc Natl Acad Sci USA. 2019; 116(17): 8310-8319. doi: 10.1073/pnas.1819682116

12. Datsenko KA, Wanner BL. One-step inactivation of chromosomal genes in Escherichia coli K-12 using PCR products. Proc Natl Acad Sci USA. 2000; 97(12): 6640-6645. doi: 10.1073/pnas.120163297

13. Kim D, Sitepu IR, Hashidokoa Y. Induction of biofilm formation in the betaproteobacterium Burkholderia unamae CK43B exposed to exogenous indole and gallic acid. Appl Environ Microbiol. 2013; 79(16): 4845-4852. doi: 10.1128/AEM.01209-13

14. Han TH, Lee JH, Cho MH, Wood TK, Lee J. Environmental factors affecting indole production in Escherichia coli. Res Microbiol. 2011; 162(2): 108-116. doi: 10.1016/j.resmic.2010.11.005

15. Hu M, Zhang C, Mu Y, Shen Q, Feng Y. Indole affects biofilm formation in bacteria. Indian J Microbiol. 2010; 50(4): 362-368. doi: 10.1007/s12088-011-0142-1

16. Isaacs HJr, Chao D, Yanofsky C, Saier MHJr. Mechanism of catabolite repression of tryptophanase synthesis in Escherichia coli. Microbiology. 1994; 140(8): 2125-2134. doi: 10.1099/13500872-140-8-2125

17. Stewart V, Yanofsky C. Evidence for transcription antitermination control of tryptophanase operon expression in Escherichia coli K-12. J Bacteriol. 1985; 164(2): 731-740. doi: 10.1128/jb.164.2.731-740.1985

18. Amato SM, Orman MA, Brynildsen MP. Metabolic control of persister formation in Escherichia coli. Mol Cell. 2013; 50(4): 475-487. doi: 10.1016/j.molcel.2013.04.002