Preview

Acta Biomedica Scientifica

Расширенный поиск

Анализ чувствительности к антибиотикам клинических изолятов коагулазонегативных стафилококков

https://doi.org/10.29413/ABS.2022-7.3.9

Полный текст:

Аннотация

 

Введение. Возрастающая роль коагулазонегативных стафилококков в возникновении стафилококковых инфекций приводит к необходимости пристального внимания к ним. Требуется особенный контроль над чувствительностью бактерий к антибиотикам и распространением метициллинрезистентности как признака множественной устойчивости к антибактериальным препаратам. Важным является и выявление факторов вирулентности коагулазонегативных стафилококков, определяющих их поведение в среде обитания.
Цель исследоваия. Оценить чувствительность штаммов коагулазонегативных стафилококков к клинически значимым антибиотикам даптомицину, ванкомицину, линезолиду и оксациллину и лантибиотику варнерину.
Методы. Определение минимальных подавляющих рост клинических штаммов коагулазонегативных стафилококков концентраций антибактериальных соединений стандартными методами серийных разведений и дискодиффузионным методом. Выявление феномена сниженной чувствительности бактерий к ванкомицину популяционным анализом и градиентом концентраций. Липидный анализ методом тонкослойной хроматографии.
Результаты. Показана высокая антибактериальная активность ванкомицина, даптомицина и линезолида в отношении клинических штаммов коагулазонегативных стафилококков. Выявлен верхний предел минимальных подавляющих концентраций ванкомицина в рамках чувствительного фенотипа и расширение диапазонов минимальных подавляющих концентраций даптомицина и варнерина в сторону увеличения оксациллинрезистентных изолятов. Установлен гетерогенный характер чувствительности к ванкомицину культур исследованных штаммов и возможность быстрого обогащения их субпопуляциями с пониженной чувствительностью к этому антибиотику. Селекция резистентности коагулазонегативных стафилококков к ванкомицину сопровождалась усилением синтеза лизилфосфатидилглицерина и снижением их чувствительности к катионным пептидным соединениям.
Заключение. Обнаруженное преобладание метициллинрезистентного фенотипа клинических штаммов коагулазонегативных стафилококков, наряду с наличием в липидном спектре универсального фактора устойчивости к катионным антибактериальным соединениям, лизилфосфатидилглицерина, влечёт необходимость в новых методологических решениях диагностики инфекций, вызванных коагулазонегативными стафилококками.

Об авторах

Л. И. Кононова
Институт экологии и генетики микроорганизмов УрО РАН – филиал ФГБУН Пермского федерального исследовательского центра УрО РАН
Россия

ведущий инженер лаборатории биохимии развития  микроорганизмов

14081, г. Пермь, ул. Голева, 13, Россия



Л. М. Лемкина
Институт экологии и генетики микроорганизмов УрО РАН – филиал ФГБУН Пермского федерального исследовательского центра УрО РАН
Россия

 старший научный сотрудник лаборатории биохимии развития микроорганизмов

14081, г. Пермь, ул. Голева, 13, Россия



В. П. Коробов
Институт экологии и генетики микроорганизмов УрО РАН – филиал ФГБУН Пермского федерального исследовательского центра УрО РАН; ФГАОУ ВО «Пермский национальный исследовательский политехнический университет»
Россия

 кандидат медицинских наук, доцент кафедры химии и биотехнологии; заведующий лабораторией биохимии развития микроорганизмов

14081, г. Пермь, ул. Голева, 13, Россия

614990, г. Пермь, Комсомольский просп., 29, Россия 



Список литературы

1. Дехнич А.В., Никулин А.А., Рябкова Е.Л., Кречикова О.И., Сухорукова М.В., Козлов Р.С. и др. Эпидемиология резистентности штаммов S. aureus, выделенных от пациентов в ОРИТ российских стационаров: результаты многоцентрового исследования. Клиническая микробиология и антимикробная химиотерапия. 2008; 10(4): 333-344.

2. Романов А.В., Дехнич А.В., Сухорукова М.В., Склеенова Е.Ю., Иванчик Н.В., Эйдельштейн М.В. и др. Антибиотикорезистентность нозокомиальных штаммов Staphylococcus aureus в стационарах России: результаты многоцентрового эпидемиологического исследования «Марафон» в 2013–2014. Клиническая микробиология и антимикробная химиотерапия. 2017; 19(1): 57-62.

3. Зайцев А.А., Карпов О.И., Сидоренко С.В. Стафилококки и ванкомицин: тенденции противостояния. Антибиотики и химиотерапия. 2003; 48(6): 20-26.

4. Hiramatsu K, Aritaka N, Hanaki H, Kawasaki S, Hosoda Y, Hori S, et al. Dissemination in Japanese hospitals of strains of Staphylococcus aureus heterogeneously resistant to vancomycin. Lancet. 1997; 350(9092): 1670-1673. doi: 10.1016/S0140-6736(97)07324-8

5. Center KJ, Reboli AC, Hubler R, Rodgers GL, Long SS. Decreased vancomycin susceptibility of coagulase-negative staphylococci in a neonatal intensive care unit: Evidence of spread of Staphylococcus warneri. J Clin Microbiol. 2003; 41(10): 4660-4665. doi: 10.1128/JCM.41.10.4660-4665.2003

6. Cremniter J, Slassi A, Quincampoix JC, Sivadon-Tardy V, Bauer T, Porcher R, et al. Decreased susceptibility to teicoplanin and vancomycin in coagulase-negative staphylococci isolated from orthopedic-device-associated infections. J Clin Microbiol. 2010; 48(4): 1428-14231. doi: 10.1128/JCM.02098-09

7. Jones T, Yeaman MR, Sakoulas G, Yang SJ, Proctor RA, Sahl HG, et al. Failures in clinical treatment of Staphylococcus aureus infection with daptomycin are associated with alterations in surface charge, membrane phospholipid asymmetry, and drug binding. Antimicrob Agents Chemother. 2008; 52(1): 269-278. doi: 10.1128/AAC.00719-07

8. Oku Y, Kurokawa K, Ichihashi N, Sekimizu K. Characterization of the Staphylococcus aureus mprF gene, involved in lysinylation of phosphatidylglycerol. Microbiology (Reading). 2004; 150(1): 45-51. doi: 10.1099/mic.0.26706-0

9. World Health Organization, Antimicrobial Resistance Division. 2020 antibacterial agents in clinical and preclinical development: An overview and analysis. Geneva, Switzerland; 2021. URL: https://www.who.int/publications/i/item/9789240021303 [date of access: 11.05.2022].

10. Сабирова Е.В., Гординская Н.А., Абрамова Н.В., Некаева Е.С. Антибиотикорезистентность нозокомиальных штаммов Staphylococcus spp., выделенных в ожоговом центре в 2002–2008 гг. Клиническая микробиология и антимикробная химиотерапия. 2010; 12(1): 77-81.

11. Becker K, Heilmann C, Peters G. Coagulase-negative staphylococci. Clin Microbiol Rev. 2014; 27(4): 870-926. doi: 10.1128/CMR.00109-13

12. Clinical and laboratory standards institute (CLSI). Performance standards for antimicrobial susceptibility testing; twentyfourth informational supplement. 2014: 34(1).

13. Полюдова Т.В., Лемкина Л.М., Лихацкая Г.Н., Коробов В.П. Оптимизация условий получения и моделирование 3D-структуры нового антибактериального пептида семейства лантибиотиков. Прикладная биохимия и микробиология. 2017; 53(1): 47-54. doi: 10.7868/S0555109917010147

14. Кононова Л.И., Коробов В.П. Физиологические особенности устойчивого к ванкомицину штамма Staphylococcus epidermidis 33 GISK VAN R. Микробиология. 2015; 84(1): 58-67. doi: 10.7868/S0026365615010061

15. Коробов В.П., Лемкина Л.М., Полюдова Т.В., Акименко В.К. Выделение и характеристика нового низкомолекулярного антибактериального пептида семейства лантибиотиков. Микробиология. 2010; 79(2): 228-238.

16. Коробов В.П., Лемкина Л.М., Полюдова Т.В. Антибактериальный пептид хоминин KLP-1 широкого спектра действия: Патент № 2528055 Рос. Федерация; МПК C07K 14/31 (2006.01), A61K 38/16 (2006.01), C12R 1/44 (2006.01); заявитель и патентообладатель Федеральное государственное бюджетное учреждение науки Институт экологии и генетики микроорганизмов Уральского отделения Российской академии наук. № 2012125512/10; заявл. 19.06.2012; опубл. 10.09.2014. 2014; (25).

17. Clinical and laboratory standards institute (CLSI). Methods for dilution antimicrobial susceptibility tests for bacteria that grow aerobically. Approved standard; 9th edition. 2012: 32(2).

18. Wootton M, Howe RA, Hillman R, Walsh TR, Bennett PM, MacGowan AP. A modified population analysis profile (PAP) method to detect hetero-resistance to vancomycin in Staphylococcus aureus in a UK hospital. J Antimicrob Chemother. 2001; 47(4): 399-403. doi: 10.1093/jac/47.4.399

19. Hanaki H, Hiramatsu K. Detection methods of glycopeptideresistant Staphylococcus aureus I: Susceptibility testing. Antibiotic Resistance. Methods in Molecular Medicine™. Ed. SH Gillespie. Humana Press; 2001; 48: 85-92. doi: 10.1385/1-59259-077-2:85

20. Sieradzki K, Roberts RB, Haber SW, Tomasz A. The development of vancomycin resistance in a patient with methicillinresistant Staphylococcus aureus infection. New Engl J Med. 1999; 340(7): 517-523. doi: 10.1056/NEJM199902183400704

21. Bligh EG, Dyer WJ. A rapid method of total lipid extraction and purification. Can J Biochem Physiol. 1959; 37(8): 911-917. doi: 10.1139/o59-099

22. Fewster ME, Burns BJ, Mead JF. Quantitative densitometric thin-layer chromatography of lipids using copper acetate reagent. J Chromatogr. 1969; 43(1): 120-126. doi: 10.1016/s0021-9673(00)99173-8

23. Кейтс M. Техника липидологии. Выделение, анализ и идентификация липидов. М.: Мир; 1975.

24. Граничная Н.В., Зайцева Е.А., Переломова О.В. Резистентность коагулазонегативных стафилококков, выделенных из различного биоматериала у пациентов кардиохирургического профиля. Тихоокеанский медицинский журнал. 2019; 2(76): 38-42. doi: 10.17238/PmJ1609-1175.2019.2.28-42

25. Kelley PG, Gao W, Ward PB, Howden BP. Daptomycin nonsusceptibility in vancomycin-intermediate Staphylococcus aureus (VISA) and heterogeneous-VISA (hVISA): Implications for therapy after vancomycin treatment failure. J Antimicrob Chemother. 2011; 66(5): 1057-1060. doi: 10.1093/jac/dkr066

26. Howden BP, Johnson PDR, Ward PB, Stinear TP, Davies JK. Isolates with low-level vancomycin resistance associated with persistent methicillin-resistant Staphylococcus aureus bacteremia. Antimicrob Agents Chemother. 2006; 50(9): 3039-3047. doi: 10.1128/AAC.00422-06

27. Pinheiro L, Brito CI, Pereira VC, de Oliveira A, Camargo CH, Cunha M de L. Reduced susceptibility to vancomycin and biofilm formation in methicillin-resistant Staphylococcus epidermidis isolated from blood cultures. Mem Inst Oswaldo Cruz. 2014; 109(7): 871-878. doi: 10.1590/0074-0276140120

28. Barber KE, Werth BJ, Ireland CE, Stone NE, Nonejuie P, Sakoulas G, et al. Potent synergy of ceftobiprole plus daptomycin against multiple strains of Staphylococcus aureus with various resistance phenotypes. J Antimicrob Chemother. 2014; 69(11): 3006-3010. doi: 10.1093/jac/dku236

29. Chopra L, Singh G, Taggar R, Dwivedi A, Nandal J, Kumar P, et al. Antimicrobial peptides from bacterial origin: Potential alternative to conventional antibiotics. High Value Fermentation Products; ed. by S. Saran, V. Babu, A. Chuabey. Scrivener; 2019: 193-204. doi: 10.1002/9781119460053.ch8

30. Werth BJ, Vidaillac C, Murray KP, Newton KL, Sakoulas G, Nonejuie P, et al. Novel combinations of vancomycin plus ceftaroline or oxacillin against methicillin-resistant vancomycin-intermediate Staphylococcus aureus (VISA) and heterogeneous VISA. Antimicrob Agents Chemother. 2013; 57(5): 2376-2379. doi: 10.1128/AAC.02354-12

31. Mun S-H, Kang O-H, Joung D-K, Kim S-B, Choi J-G, Shin D-W, et al. In vitro anti-MRSA activity of carvone with gentamicin. Exp Ther Med. 2014; 7(4): 891-896. doi: 10.3892/etm.2014.1498

32. Ernst CM, Peschel A. Broad-spectrum antimicrobial peptide resistance by MprF-mediated aminoacylation and flipping of phospholipids. Mol Microbiol. 2011; 80(2): 290-299. doi: 10.1111/j.1365-2958.2011.07576.x

33. Geiger O, González-Silva N, López-Lara IM, Sohlenkamp C. Amino acid-containing membrane lipids in bacteria. Prog Lipid Res. 2010; 49(1): 46-60. doi: 10.1016/j.plipres.2009.08.002

34. Peschel A, Jack RW, Otto M, Collins LV, Staubitz P, Nicholson G, et al. Staphylococcus aureus resistance to human defensins and evasion of neutrophil killing via the novel virulence factor MprF is based on modification of membrane lipids with l-lysine. J Exp Med. 2001; 193(9): 1067-1076. doi: 10.1084/jem.193.9.1067

35. Satola SW, Farley MM, Anderson KF, Patel JB. Comparison of detection methods for heteroresistant vancomycin-intermediate Staphylococcus aureus, with the population analysis profile method as the reference method. J Clin Microbiol. 2011; 49(1): 177-183. doi: 10.1128/JCM.01128-10

36. Sieradzki K, Villari P, Tomasz A. Decreased susceptibilities to teicoplanin and vancomycin among coagulase-negative methicillin-resistant clinical isolates of staphylococci. Antimicrob Agents Chemother. 1998; 42(1): 100-107. doi: 10.1128/AAC.42.1.100

37. Walsh TR, Bolmstrom A, Qwarnstrom A, Ho P, Wootton M, Howe RA, et al. Evaluation of current methods for detection of staphylococci with reduced susceptibility to glycopeptides. J Clin Microbiol. 2001; 39(7): 2439-2444. doi: 10.1128/JCM.39.7.2439-2444.2001

38. Lulitanond A, Chanawong A, Sribenjalux P, Kaewkes W, Vorachit M, Chongtrakool P, et al. Detection of heterogeneous, intermediate-vancomycin-resistant Staphylococcus aureus (hVISA) using low-concentration vancomycin disks. Southeast Asian J Trop Med Public Health. 2006; 37(4): 761-767.

39. Cafiso V, Bertuccio T, Spina D, Purrello S, Campanile F, Di Pietro C, et al. Modulating activity of vancomycin and daptomycin on the expression of autolysis cell-wall turnover and membrane charge genes in hVISA and VISA strains. PLoS One. 2012; 7(1): e29573. doi: 10.1371/journal.pone.0029573


Рецензия

Для цитирования:


Кононова Л.И., Лемкина Л.М., Коробов В.П. Анализ чувствительности к антибиотикам клинических изолятов коагулазонегативных стафилококков. Acta Biomedica Scientifica. 2022;7(3):75-89. https://doi.org/10.29413/ABS.2022-7.3.9

For citation:


Kononova L.I., Lemkina L.M., Korobov V.P. Antibiotic sensitivity analysis of clinical coagulase-negative staphylococci. Acta Biomedica Scientifica. 2022;7(3):75-89. (In Russ.) https://doi.org/10.29413/ABS.2022-7.3.9

Просмотров: 124


Creative Commons License
Контент доступен под лицензией Creative Commons Attribution 4.0 License.


ISSN 2541-9420 (Print)
ISSN 2587-9596 (Online)