Экспериментальная гипертермия. Экспрессия белков, участвующих в регулировании апоптоза жёлтых тел яичников в остром и восстановительном периодах

Актуальность. Воздействие теплового шока может инициировать в яичниках млекопитающих апоптоз клеток жёлтых тел. Во время фолликулогенеза апоптоз зернистых клеток регулируется ключевыми белками гибели клеток – Bcl-2 и ВАХ. В то же время роль этих белков в нарушениях развития жёлтых тел яичников при тепловом стрессе во многом остаётся неясной.

Цель исследования: выявить особенности экспрессии антиапоптотического белка Bad и проапоптотического белка Bcl-2 в лютеоцитах яичников крыс в острый (3-и сутки) и восстановительный (7-е и 14-е сутки) периоды после однократного воздействия экспериментальной гипертермии (ЭГ) (ректальная температура – 43,5 °С).

Материалы и методы. Иммуногистохимически с помощью непрямого двухэтапного стрептавидин-биотинового метода определяли экспрессию Bad и Bcl-2.

Результаты. На 3-и сутки после ЭГ в лютеоцитах площади экспрессии как Bad, так и Bcl-2 возросли в 2 раза, но отношение площадей Bcl-2/Bad не изменилось, что свидетельствует о поддержании в физиологических пределах интенсивности апоптоза по митохондриальному пути. На 7-е сутки площади экспрессии Bcl-2 и Bad оставались на уровне 3-х суток, но индекс Bcl-2/Bad снизился, что свидетельствует об активации внутреннего пути апоптоза клеток жёлтых тел яичников. К 14-м суткам площади экспрессии протеинов сократились (Bad – в  1,7  раза, Bcl-2 – в  3,2  раза) по  сравнению с острым периодом, а индекс Bcl-2/Bad уменьшился в 2 раза по сравнению с контролем и группой острого периода.

Заключение. Выявленное преобладание проапоптотического Bad над антиапоптотическим Bcl-2 в лютеоцитах на 14-е сутки после ЭГ свидетельствует о нарушении антиапоптотической защиты, что приводит к активации митохондриального пути апоптоза последних. Снижение экспрессии Bcl-2 может расцениваться как проявление механизма удаления дефектных лютеоцитов и стремление организма нормализовать нарушенный воздействием высокой температуры овариально-маточный цикл. 

1. Al-Gubory KH, Garrel C, Faure P, Sugino N. Roles of antioxidant enzymes in corpus luteum rescue from reactive oxygen species-induced oxidative stress. Reprod Biomed Online. 2012; 25(6): 551-560. doi: 10.1016/j.rbmo.2012.08.004

2. Makino A, Ozaki Y, Matsubara H, Sato T, Ikuta K, Nishizawa Y, et al. Role of apoptosis controlled by cytochrome c released from mitochondria for luteal function in human granulosa cells. Am J Reprod Immunol. 2005; 53(3): 144-152. doi: 10.1111/j.1600-0897.2005.00258.x

3. Hussein MR. Apoptosis in the ovary: molecular mechanisms. Hum Reprod Update. 2005; 11(2): 162-177. doi: 10.1093/humupd/dmi001

4. Зенкина В.Г., Каредина В.С., Солодкова О.А., Михайлов А.О. Регуляторы апоптоза и механизм их действия в женской гонаде. Международный журнал прикладных и фундаментальных исследований. 2010; 7: 7-14.

5. Hernandez F, Peluffo MC, Bas D, Stouffer RL, Tesone M. Local effects of the sphingosine 1-phosphate on prostaglandin F2alpha-induced luteolysis in the pregnant rat. Mol Reprod Dev. 2009; 76(12): 1153-1164. doi: 10.1002/mrd.21083

6. Al-Zi’abi MO, Fraser HM, Watson ED. Cell death during natural and induced luteal regression in mares. Reproduction. 2002; 23(1): 67-77.

7. Amelkina O, Zschockelt L, Painer J, Serra R, Villaespesa F, Braun BC, et al. Apoptosis-related factors in the luteal phase of the domestic cat and their involvement in the persistence of corpora lutea in lynx. PLoS One. 2015; 10(11): e0143414. doi: 10.1371/journal.pone.0143414

8. Meng L, Jan SZ, Hamer G, van Pelt AM, van der Stelt I, Keijer J, et al. Preantral follicular atresia occurs mainly through autophagy, while antral follicles degenerate mostly through apoptosis. Biol Reprod. 2018; 99(4): 853-863. doi: 10.1093/biolre/ioy116

9. Zheng Y, Ma L, Liu N, Tang X, Guo S, Zhang B, et al. Autophagy and apoptosis of porcine ovarian granulosa cells during follicular development. Animals (Basel). 2019; 9(12): 1111. doi: 10.3390/ani912111

10. Мичурина С.В., Колесников С.И., Бочкарева А.Л., Архипов С.А., Ищенко И.Ю. Экспрессия белков семейства Bcl-2 в фолликулярном аппарате яичников в острый период после экспериментальной гипертермии. Бюллетень экспериментальной биологии и медицины. 2017; 164(12): 754-758.

11. Мичурина С.В., Колесников С.И., Бочкарева А.Л., Ищенко И.Ю., Архипов С.А. Экспрессия белков-регуляторов апоптоза Bcl-2 и Bad в фолликулярном аппарате яичников крыс в восстановительном периоде после экстремальной гипертермии. Бюллетень экспериментальной биологии и медицины. 2019; 168(8): 155-160.

12. Мичурина С.В., Колесников С.И., Ищенко И.Ю., Бочкарева А.Л., Архипов С.А. Влияние мелатонина на экспрессию белковрегуляторов апоптоза Bcl-2 и Bad в фолликулярном аппарате яичников после воздействия высокой температуры. Бюллетень экспериментальной биологии и медицины. 2020;170(11): 552-558.

13. Ajayi AF, Akhigbe RE. Staging of the estrous cycle and induction of estrus in experimental rodents: an Update. Fertil Res Pract. 2020; 6: 5. doi: 10.1186/s40738-020-00074-3

14. Cora MC, Kooistra L, Travlos G. Vaginal cytology of the laboratory rat and mouse: Review and criteria for the staging of the estrous cycle using stained vaginal smears. Toxicol Pathol. 2015; 43(6): 776-793. doi: 10.1177/0192623315570339

15. Ефремов А.В., Пахомова Ю.В., Пахомов Е.А., Ибрагимов Р.Ш., Шорина Г.Н. Способ экспериментального моделирования общей гипертермии у мелких лабораторных животных: Патент № 2165105 Рос. Федерация; МПК G09B 23/28 (2000.01); заявитель и патентообладатель Новосибирская государственная медицинская академия. № 99126978/13; заявл. 22.12.1999; опубл. 10.04.2001. 2001; (10).

16. Улащик В.С. Локальная гипертермия в онкологии: использование магнитного поля, лазерного излучения, ультразвука. Вопросы курортологии, физиотерапии и лечебной физической культуры. 2014; 91(2): 48-57.

17. Lellahi SM, Rosenlund IA, Hedberg A, Kiær LT, Mikkola I, Knutsen E, et al. The long noncoding RNA NEAT1 and nuclear paraspeckles are up-regulated by the transcription factor HSF1 in the heat shock response. J Biol Chem. 2018; 293(49): 18965- 18976. doi: 10.1074/jbc.RA118.004473

18. Gu ZT, Li L, Wu F, Zhao P, Yang H, Liu YS, et al. Heat stress induced apoptosis is triggered by transcription-independent p53, Ca(2+) dyshomeostasis and the subsequent Bax mitochondrial translocation. Sci Rep. 2015; 5: 11497. doi: 10.1038/srep11497

19. Wang Y, Yang C, Elsheikh NAH, Li C, Yang F, Wang G, et al. HO-1 reduces heat stress-induced apoptosis in bovine granulosa cells by suppressing oxidative stress. Aging (Albany NY). 2019; 11(15): 5535-5547. doi: 10.18632/aging.102136

20. Luo M, Li L, Xiao C, Sun Y, Wang GL. Heat stress impairs mice granulosa cell function by diminishing steroids production and inducing apoptosis. Mol Cell Biochem. 2016; 412(1-2): 81-90. doi: 10.1007/s11010-015-2610-0

21. Bowolaksono A, Fauzi M, Sundari AM, Pustimbara A, Lestari R, Abinawanto, et al. The effects of luteinizing hormone as a suppression factor for apoptosis in bovine luteal cells in vitro. Reprod Domest Anim. 2021; 56(5): 744-753. doi: 10.1111/rda.13913